20世纪70年代以来，人们渐渐意识到，虽然因智力和复杂性的差异，不同物种存在高低之分，但仍应重视不同种类动物的权利[1]。对于动物权利的重视也体现在动物实验伦理方面。首先，实验方案需要申请大学或医院动物实验研究委员会批准。其次，进行动物实验时需要遵循3R原则(Replacement，Reduction and Refinement)，即"替代、减少和优化"[2]。"替代"指以低级动物、小动物或没有知觉的实验材料替代进行实验研究；"减少"指减少实验次数和使用的动物数量；"优化"指优化研究方案，尽量减少实验对动物造成的疼痛与不适。再次，动物研究还需要科学严谨的报告方式撰写论文发表。目前，国际遵循ARRIVE(Animal Research：Reporting of In Vivo Experiments)指南[3]。ARRIVE指南最早在2010年提出，2020年进行完善，推出ARRIVE 2.0。核心内容如下：

      (1)书写实验设计时，应列举所有组别，包括对照组，若没有对照组，需要注明原因；需注明使用动物的单位，例如1只、1窝或1笼。

      (2)书写样本量时，应写明每个实验组的动物数量，每个实验使用的动物总数量以及全部实验合计动物数量。必须写明样本量如何确定，若有进行样本量计算，需写明方法。

      (3)书写纳入和排除标准时，应预先确定具体内容；若没有纳入和排除标准，需解释原因。对于任何实验组别，都应阐述未纳入分析的动物、样本或数据的原因。对于任何数据分析，都应注明样本量。

      (4)书写随机方法时，需注明该实验是否使用随机方法，若使用，应阐明如何随机。阐明减小干扰因素(处理、测量的顺序，动物、笼子的位置等)的方法，若未控制干扰因素，也应注明。

      (5)书写盲法时，需要标明实验的不同阶段(包括分组、实验期间、实验检测、实验分析)知晓分组的人员。

      (6)书写结果指标时，需明确各种检测项目，如细胞死亡、分子标记物或动物行为改变等。对于预实验研究，需要标明用来确定样本量的检测项目。

      (7)书写统计学方法时，需写明统计学方法的细节，包括使用的软件。需要写明达成及未达成预期结果时所选用的统计学方法。

      (8)书写实验动物时，需写明使用动物的种族、品系、雌雄、年龄/发育阶段，必要时也应写明体重。其他信息还包括动物的起源、健康/免疫状态、基因改造状态、基因型及其他可能的操作。

      (9)书写实验过程时，需提供足够的细节，以让读者能够重复实验。

      (10)书写结果时，每个实验组的数据都应写明总结性统计数据和变量数据，如均数与标准差、中位数与四分位数间距。若适用，也应写明效应量与置信区间。

       麻醉和镇痛作为实现3R原则中"优化"原则的重要科学方法，应该在动物实验研究中得到充分的重视。在对实验动物进行一些伤害性操作或手术时，根据动物福利(welfare)和3R原则中"优化"原则，需要进行充分的麻醉和镇痛。而在对实验动物进行非伤害性操作时，可以考虑应用浅麻醉的方式，对实验动物进行人性化制动，以减少动物的紧张不安，为其提供最优化的福利保障[4]。如果在动物实验过程中麻醉和镇痛不充分，甚至不提供正确的麻醉和镇痛方式，会对动物造成创伤应激，进而会严重干扰实验结果的准确性[5]，同时不良麻醉会造成实验动物死亡率上升，进而增加实验动物数量，违反了3R原则中的"减少"原则[6]。

       1．麻醉前准备

      麻醉前根据实验动物物种决定是否需要禁食禁水。小鼠禁食几小时即可能会出现低血糖，因此不建议禁食。大鼠、兔等啮齿类动物由于生理结构原因，不会出现呕吐反应，因此也不需要禁食禁水。为了防止其他实验动物(如猪、猫、灵长类、雪貂)麻醉后出现呕吐、返流误吸，应该禁食至少12 h，禁水1~2 h。值得注意的是，禁水时间不宜过长，避免出现脱水现象[7]。

      抗胆碱药、安定类药物可作为麻醉前用药，减少实验动物紧张、恐惧，减少麻醉用药量，使麻醉诱导和苏醒更加平稳，以及提高麻醉效果。抗胆碱药可以选用阿托品或格隆溴铵，有利于缓解心动过缓，减少唾液和气道分泌物的产生。80%以上的兔类对阿托品有耐药性，应选择格隆溴铵作为替代药[8]。安定类药物可选用乙酰丙嗪，可减少麻醉诱导和维持过程中的麻醉药用量，减少其不良反应，还可减少体动反应。对实验兔和实验猫联合应用乙酰丙嗪和氯胺酮还可以加强肌松效果[9]。

       2．全身麻醉药

      对实验动物进行全身麻醉时，可以选用静脉麻醉药或吸入麻醉药。静脉麻醉药具有操作简便和费用较低的优点；缺点是需要对动物称重，难以快速调控麻醉深度和时间，容易干扰实验结果，苏醒较慢，不可用于肝肾功能不良的动物。吸入麻醉药的优点为不需要对动物进行称重，麻醉深度和时间都容易调控，对代谢影响小，苏醒恢复迅速，适于多次重复麻醉；主要的缺点为麻醉仪器较贵，需要同时给氧，需要进行废气处理，可能干扰头面部手术操作。综上所述，目前推荐的全身麻醉方式为使用静脉麻醉药进行麻醉诱导，之后使用吸入麻醉药进行麻醉维持。静脉麻醉药使用的推荐剂量见表1。常用的吸入麻醉药为氟烷和异氟烷，氟烷诱导浓度为3%~4%，维持浓度为0.5%~2.0%；异氟烷诱导浓度为3%~5%，维持浓度为1.5%~3.0%；其他备选的吸入麻醉药包括恩氟烷、地氟烷、七氟烷、氧化亚氮、乙醚和甲氧氟烷(吸入麻醉药包括氟烷和异氟烷的浓度需要根据实际情况进行调整)[4]。

      表1    常用实验动物的静脉麻醉药推荐剂量

注：iv为静脉注射，im为肌肉注射，ip为腹腔注射，sc为皮下注射，"—"表示不适用

       3．麻醉诱导

      小型啮齿类实验动物进行吸入麻醉药诱导时，将诱导箱和麻醉机、氧气通路进行连接，确保通路畅通无堵塞，确保各通路输气方向朝向诱导箱。将实验动物放入诱导箱内，打开挥发罐，调节刻度至4%~5%，氧流量1.0~1.5 L/min(小鼠)或2~3 L/min(大鼠)。当实验动物翻正反射消失时，将其从诱导箱中取出，戴上面罩，减低挥发罐刻度至1.5%~2.5%，氧流量降至0.4~0.8 L/min(小鼠)或0.7~1.0 L/min(大鼠)，并调整通路输气方向至面罩(以上麻醉气体浓度和氧流量都需要根据实际情况进行调整)。通过后肢肌张力和踏板反射判断麻醉深度并进行麻醉气体浓度的调整[10,11]。

      4．麻醉维持

     在麻醉维持阶段，同样通过实验动物后肢肌张力和踏板反射判断麻醉深度，并随时进行麻醉气体浓度的调整。小型啮齿类动物麻醉时需要警惕快速失温现象，低温是其麻醉致死的常见原因之一。对此，需要在麻醉时保暖或准备加温设备，例如保温垫。同临床麻醉，对实验动物进行麻醉时也要监测脉搏(或心率)、心律、呼吸频率、黏膜颜色、体温、肌张力、反射动作等等，避免意外发生[11]。

      5．麻醉苏醒期

     当手术结束需要麻醉苏醒时，关闭吸入麻醉挥发罐，纯氧供气1 min以上。当实验动物恢复自主呼吸后，取下面罩，并将其放入复苏箱(可控温，温度保持28~30 ℃)。随时监测实验动物状态，直至其完全苏醒[9]。

      6．术后镇痛

      术后镇痛应注意预防给药，可选阿片类药物、非甾体抗炎镇痛药、局麻药，或者多模式镇痛。阿片类药物最常用的是丁丙诺啡，药效可维持8~12 h。非甾体抗炎镇痛药可选用卡布洛芬、酮基布洛芬、美洛昔康和氟胺烟酸等。局麻药可通过表面麻醉、局部浸润、局部阻滞、神经阻滞、椎管内麻醉等方式给药。常用实验动物术后镇痛药推荐剂量[12]见表2。

表2   常用实验动物的术后镇痛药推荐剂量

注：im为肌肉注射，ip为腹腔注射，sc为皮下注射，"—"表示不适用

       动物的生命与人的生命一样值得尊重。在科学研究中，要以对类似于临床手术麻醉的要求对动物实施麻醉及监测。切记严禁仅仅用水合氯醛镇静的麻醉方式进行动物实验。必须保证动物手术中有足够的镇痛和镇静。这是动物伦理的要求，也是科学研究的要求，因为不完善的麻醉镇痛情况下实施手术会造成不良的应激反应，导致研究结果不准确。

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