摘要：小鼠采血是生物医学研究中常见的操作。采血方法的选择以及是否需要镇痛和/或麻醉取决于多个因素，包括实验设置、动物福利考量以及预期的下游分析。这篇综述描述了关键的非手术和手术采血技术、镇痛和麻醉的合理使用，以及动物研究中记录和遵守报告标准的最佳实践。我们在此提供了一个总结采血程序的表格；一个列出多个国家动物福利指南的表格；一个描述最常用的镇痛药和麻醉药、剂量及给药途径的表格；以及一个概述采血、麻醉和镇痛方案报告要点的表格。还包含一个决策图，以帮助选择最合适的方法。最终，通过这篇综述，我们旨在推广标准化操作、提高数据可重复性，并支持符合伦理的动物研究。

关键词：采血；动物福利指南；镇痛；麻醉；决策图

引言

在生物医学研究中，小鼠采血是一项常见的操作。动物研究中的一个关键伦理挑战是平衡科学进步与尽量减少所涉及动物的痛苦和困扰。1959 年，威廉·M·S·拉塞尔（William M.S. Russell）和雷克斯·L·伯奇（Rex L. Burch）在其开创性著作《人道实验原则》中提出了 3R 原则——替代、减少和优化技术。他们将人道研究定义为以尊重所有活体实验对象的福祉为前提进行的任何科学研究，优先考虑将痛苦和痛苦降至最低。为了实施人道研究并确保符合道德标准，3R 原则倡导：替代（尽可能使用动物替代品），减少（使用获得有效结果所需的最少动物数量）和优化（改进实验程序以减少痛苦）（Hubrecht & Carter, 2019; Richter, 2024; Russell & Burch, 1959）。这些原则现已纳入国家和国际有关动物研究的法律法规，以及资助或开展动物研究的组织的政策中。通过应用 3R 原则，涉及动物的实验可以在保持道德责任的同时产生科学上有效的结果。

这篇综述探讨了动物研究中关键的血液采集技术、镇痛和麻醉的合理使用，以及文件记录和遵循报告标准的最佳实践，这些都符合 3R 原则、良好实验室规范和良好科学实践。具体而言，我们在此提供了一个总结采集程序的表格；一个列出动物福利指南的表格；一个描述最常用的镇痛药和麻醉药、剂量及给药途径的表格；以及一个概述血液采集、麻醉和镇痛方案报告要点的表格。还包括一个决策图表，以辅助决策过程。此外，还讨论了不同血液采集方法对实验结果的影响。

此外，《英国药理学杂志》提供了关于动物实验报告的有用清单和社论（《宣言》, 2018; Ingrande 等人, 2023; Lilley 等人, 2020; McGrath 和 Lilley, 2015）以及实验设计和分析方面的内容（《宣言》, 2022; Curtis 等人, 2022）。

1  血液采集方法

小鼠的血液采集是广泛应用于生物医学研究实验室的常见操作。由于小鼠体型较小，需要考虑的一个重要参数是实验所需的血液总体积。平均而言，每千克体重的小鼠约有 58.5 毫升血液，因此，一只体重 25 克的小鼠根据其年龄和健康状况，总血液量约为 1.46 毫升（NC3Rs, 2022b）。根据采集部位的不同，熟练人员在终端、不可恢复的操作中，可采集单只小鼠总血液量的约 50–75%，但如果小鼠需要在操作后存活，则每 2 至 4 周只能采集总血液量的 10%。

常见的采血技术包括从尾静脉、隐静脉、眶后、下颌下（面部）静脉采血以及心脏采血，每种方法都有其优缺点（Ahrens Kress 等人, 2022; 波士顿大学动物护理和使用委员会, 2021; Hoff, 2000; Lundberg & Skoda, 2011; NC3Rs, 2022b; 美国国立卫生研究院, 2024; O'Connell 等人, 2015; Parasuraman 等人, 2010; 杰克逊实验室, 2005; Tsai 等人, 2015）。采血部位会影响样本的质量和特性（Ahrens Kress 等人, 2022; Tsai 等人, 2015）。大多数这些操作都需要使用镇痛和麻醉药物。

表 1 概述了各种采血技术，包括采血途径 / 部位、从特定采血部位可采集的血量、建议的最大采血频率以及任何潜在的缺点。图 1 提供了一个决策树，以帮助研究人员根据所需的血量、采血频率、是否使用麻醉以及实验目的来确定最合适的采血方法。表 2概述了英国、欧洲、美国、日本和中国的动物实验通用指南。另见《英国药理学杂志》发布的关于报告动物实验的最新指南（《宣言》, 2020; Ingrande 等人, 2023; Lilley 等人, 2020; McGrath 和 Lilley, 2015）。

2   如何选择最合适的采血方法？

从实验小鼠采集血液所选择的方法应对动物造成的痛苦和压力最小。这不仅对于遵守 3R 原则和国家法规（FELASA 工作组, 2023; Gargiulo 等人, 2012; GV - SOLAS, 2017; Hoff, 2000; NC3Rs, 2022a; NIH, 2022）很重要（另见表格 1 和 2），而且因为不良的采样技术和不必要的动物应激可能会影响样本质量和研究结果（Ahrens Kress 等人, 2022; Hoggatt 等人, 2016; Parasuraman 等人, 2010; Rathkolb, Fuchs 等人, 2013; Rathkolb, Hans 等人, 2013; Tsai 等人, 2015）。选择采血方法时要考虑的其他参数包括采样频率、所需样本的质量（例如，无菌性、组织液污染的干扰）、人员熟练程度和研究要求。

根据动物的具体需求和实验条件，采血可以在麻醉和镇痛的情况下进行，也可以不进行麻醉和镇痛（FELASA 工作组, 2023; Gargiulo 等人, 2012; GV - SOLAS, 2017; Hoff, 2000; NC3Rs, 2022a; NIH, 2022）。重要的是，从同一部位采集样本的尝试次数不应超过两到三次（NC3Rs, 2022a; Parasuraman 等人, 2010）。此外，研究人员应提前确定单次采集的最大血量，并了解每个部位的最大采样频率（NC3Rs, 2022a）。应始终综合考虑这两个因素（NC3Rs, 2022a）。

具体而言，SOLAS 建议在至少 2 周的时间内，采集的总血量不应超过动物总血量的 10%（NC3Rs, 2022a）。美国国立卫生研究院（NIH）也给出了类似建议，即每 2 至 4 周采集总量的 10%，每 7 天采集 7.5%，每 24 小时采集 1%（NIH, 2024）。如果采集的血量超过动物总血量的 10%，则必须进行补液，例如使用富含乳酸盐的林格氏溶液，其中含有氯化钠、氯化钾、钙和乳酸钠（Pascual 等人, 2002; 杰克逊实验室, 2005）。

如果需要多次采样，应选择导管插入术作为反复静脉穿刺的替代方法，因为它给动物带来的压力较小（NC3Rs, 2022a）。相反，作为终末程序的放血必须在全身麻醉和镇痛下进行。熟练的研究人员可以使用多种采血方法，但必须经过适当培训并遵循动物福利指南。

为了减少研究中使用的血液样本量和小型动物数量，已经开发了诸如微量采样等创新的采血方法（Jonsson 等人, 2012; NC3Rs, 2022c; Patel 等人, 2016; Wang 等人, 2020）。微量采样是指采集少量血液（通常每个 50μ 时间点少于 10μL）。微量采样可用于确定血液学特征（如血细胞比容、血小板和白细胞计数）和血液化学参数（如葡萄糖、总胆固醇和肌酐）（Chapman 等人, 2014; Jonsson 等人, 2012; Patel 等人, 2016; Wang 等人, 2020）。由于与传统方法相比，这种方法对血液学参数的影响极小，而传统方法通常需要 200μL 血液（NC3Rs, 2022c; Patel 等人, 2016; Sadler & Bailey, 2013; Wang 等人, 2020）。随着对血液量需求的减少，微量采样可以减少或避免使用额外的动物群体（Jonsson 等人, 2012; Wang 等人, 2020）。

3  眼眶后窦采血：技术与动物福利考量

眼眶后窦是常用于微量采血和采集较大血量的部位。眼眶后采血速度快，这使得在短时间内能够从多只动物身上采集血液（Ahrens Kress 等人, 2022; Parasuraman 等人, 2010）。此外，样本通常质量良好，溶血或生化参数的人为升高现象极少，不过可能会出现泪液污染的情况（Sharma 等人, 2014）。对于少于 0.2 毫升或总血量 10% 的采血量，根据具体实验方案要求，可每隔 7 至 14 天在两眼交替采血，重复使用该方法（波士顿大学动物实验伦理委员会, 2021; Fried 等人, 2015; 美国国立卫生研究院, 2024; Parasuraman 等人, 2010）。对于超过 0.2 毫升或总血量 10% 的采血量，这是一种终末采血方法（英国国家替代、优化和减少动物实验中心, 2022b）。由熟练的研究人员操作时，并发症的发生率很低，对动物造成的痛苦也极小（Fried 等人, 2015）。然而，由于该方法对动物应激和福利有影响，使用时存在一些顾虑（Jo 等人, 2021; 英国国家替代、优化和减少动物实验中心, 2022b; 美国国立卫生研究院, 2024; Sharma 等人, 2014; Tsai 等人, 2015）。

美国国立卫生研究院（NIH）还为此方法提供了一些技术指南（NIH, 2024）。建议使用无菌毛细管，以帮助避免眼眶周围感染和对眼睛造成潜在的长期损伤。除非研究人员熟练使用优势手采集样本，否则不应交替使用两侧眼眶。需要通过小心滴入眼科润滑剂来保护对侧眼睛（不进行采血的眼睛），避免因过度施压造成组织损伤。

尽管这种方法有其优点，但它也给动物带来了潜在风险，包括眼部损伤，如失明、溃疡、穿刺伤、玻璃体流失、角膜炎、感染和过度出血，以及短暂的疼痛。即使是微小的操作失误也可能导致严重的眼部损伤（Hoff, 2000; NC3Rs, 2022b; Parasuraman 等人, 2010）。因此，在采样程序结束后持续监测动物至关重要，以便及时发现并处理任何眼部创伤迹象（Fried 等人, 2015）。一项研究表明，眼眶后采血可能会导致眼眶后区域严重的组织损伤和炎症，其特征为白细胞浸润（Jo 等人, 2021）。

根据国家动物研究替代、优化和减少中心（NC3Rs）的建议，眼眶后窦采血应仅在麻醉状态下进行（NC3Rs, 2022b）。美国国立卫生研究院（NIH）建议使用全身麻醉或至少使用局部眼科麻醉剂，如丙美卡因或丁卡因滴眼液。当人员接受眼眶后采血培训时，根据 NIH（NIH, 2024）的要求，动物需要进行全身麻醉。而根据英国《动物科学实验法案》（ASPA）的规定，除非该操作是研究的一部分，否则不允许在活体动物上进行培训（《动物科学实验法案》, 2017）。有关更多详细信息，表 2 概述了英国、欧洲、美国、日本和中国等国家特定指南中规定的常见采血方法。

4 采血方法对血细胞计数和血液化学指标的影响

众所周知，动物特征（品系、性别、年龄）以及抗凝剂类型（肝素、乙二胺四乙酸 [EDTA], 柠檬酸盐）和采血后处理程序（离心速度、温度、放置时间）对血液学和血液化学指标有至关重要的影响（Mazzaccara 等人, 2008; O'Connell 等人, 2015; Rathkolb, Fuchs 等人, 2013; B. Rathkolb 等人, 2013; Silva‐Santana 等人, 2020）。例如，通过心脏穿刺采集的雌性小鼠血液中中性粒细胞的百分比显著低于雄性小鼠，这表明性激素会影响循环白细胞（Doeing 等人, 2003）。

然而，采血部位也会对血液化学指标和细胞计数产生深远影响（Ahrens Kress 等人, 2022; Gjendal 等人, 2020; Hoggatt 等人, 2016; Meyer 等人, 2020; Nemzek 等人, 2001）。有趣的是，与心脏采血相比，从更外周部位采集的血液样本中红细胞计数似乎更高（Abatan 等人, 2008; Nemzek 等人, 2001）。一项研究报告称，尾血中的血细胞计数最高，眶后血次之，心脏采血最低（Nemzek 等人, 2001）。此外，与眶后血或心脏采血相比，尾血的血细胞比容更高。

相反，白细胞计数似乎从外周向心脏逐渐减少（Doeing 等人, 2003; Goldie 等人, 1954; Hoggatt 等人, 2016）。与心脏穿刺、眶后窦、面静脉或尾部采血相比，尾部采血获得的树突状细胞比例较低，表明其不适用于分离这些细胞（Hoggatt 等人, 2016）。在同一项研究中，他们观察到造血祖细胞计数也受采血部位的影响，尾部血液中的计数明显更高。

改变实验条件，如采血部位的温度或动物的适应性调节，也可能导致不同的结果（Doeing 等人, 2003; Hoggatt 等人, 2016; Marin 等人, 2023）。与未预热尾部获得的样本相比，尾部采血前对尾部进行预热会导致髓系来源的抑制细胞显著增多，而外周造血祖细胞数量减少（Hoggatt 等人, 2016）。采血前对动物进行适应性调节可显著降低血糖水平和粪便皮质酮代谢物，这可能与小鼠应激反应的降低有关（Marin 等人, 2023）。

综上所述，采血方法、采血部位和实验条件（包括抗凝剂的使用和后续处理程序）对实验结果有很大影响。因此，除了动物的特定特征外，在实验设计过程中必须仔细考虑所选的采血方法和部位，并在整个实验过程中保持一致。另见《英国药理学杂志》（Curtis 等人, 2022; 透明度和科学严谨性声明：实验设计与分析清单 2022, 声明, 2022）最近发布的实验设计指南和清单。

5   麻醉与镇痛方法

疼痛和痛苦会增加应激激素的释放，如肾上腺素和皮质醇（Ahmadi‐Noorbakhsh 等人, 2022; Gong 等人, 2015），这反过来又会影响心血管和肾脏参数，包括心率、心输出量和肾小球滤过率。正确使用麻醉和镇痛可以有效预防这些应激反应，产生更一致的数据，并有可能减少实验所需的动物数量（减少、优化）（Ahmadi‐Noorbakhsh 等人, 2022; Gargiulo 等人, 2012）。性别、品系、体重和基因变异可能会影响对某些麻醉剂的敏感性，因此在选择镇痛和/或麻醉方法时需要考虑这些因素（Gargiulo 等人, 2012）。

麻醉前护理是麻醉程序的重要组成部分，可以减少麻醉期间的并发症和变数（Ahmadi‐Noorbakhsh 等人, 2022; Gargiulo 等人, 2012; Navarro 等人, 2021）。在可能的情况下，动物的处理和约束应避免引起反感（例如，参见 NC3Rs 小鼠处理指南 [NC3Rs, 2023]）。身体约束和操作可能会影响生理功能和应激反应激素，导致需要更高的麻醉诱导剂量（Gargiulo 等人, 2012; Hildebrandt 等人, 2008）。

抗胆碱能毒蕈碱拮抗剂药物阿托品（0.04 mg/kg 皮下、腹腔或肌肉注射）通常用作各种物种的麻醉前用药，以减少唾液分泌、支气管分泌物，并保护心脏免受麻醉剂（如赛拉嗪）的迷走神经抑制（Gargiulo 等人, 2012）。在动物特别烦躁的情况下，小鼠可以在使用麻醉剂（如氯胺酮/赛拉嗪）之前或与之联合使用较低剂量的吩噻嗪类镇静剂（如乙酰丙嗪（2–5 mg/kg 腹腔注射））（Ahmadi‐Noorbakhsh 等人, 2022）。然而，也应仔细考虑这些药物的潜在副作用以及它们可能对实验结果产生的干扰。生理参数改变、恢复时间延长和药物相互作用等因素可能会影响所收集数据的可靠性。因此，选择合适的剂量、给药途径和组合应同时考虑实验要求和动物福利。

小鼠对温度变化特别敏感（Gong 等人, 2015; Hankenson 等人, 2018）。在麻醉期间，应使用加热垫或红外线灯将动物置于温暖的环境中，以避免体温过低以及温度对采血的影响（Hankenson 等人, 2018）。此外，采血程序后进行液体治疗有助于动物从麻醉中快速完全恢复。实际上，可皮下注射 0.9% 的生理盐水或半浓度葡萄糖/生理盐水溶液（每日分两次给药，每次 1.2 mL），以防止小鼠脱水（Gargiulo 等人, 2012）。

小鼠的全身麻醉方案可以通过注射或吸入的方式实施，使用面罩或插管进行更稳定的麻醉。如果所选麻醉剂缺乏镇痛特性，则应给予适当的镇痛药物以减轻疼痛。可以通过测试眼睑反射或踏板反射来评估全身麻醉的深度（Ahmadi‐Noorbakhsh 等人, 2022; Gargiulo 等人, 2012; Navarro 等人, 2021）。在适用的情况下，局部麻醉可用于不需要全身麻醉的特定采血程序（表 1）。根据 ASPA 的建议，如果无法进行麻醉，则应使用镇痛药或其他适当的方法，以确保动物在任何情况下都不会遭受严重的疼痛、痛苦或折磨（《动物科学实验法案》, 2017）。

麻醉剂的使用可能会影响血液参数。例如，赛拉嗪可能会导致高血糖，因为它会抑制胰岛素在胰岛中的分泌。此外，与清醒动物相比，用于颌下采血的异氟醚（2.5%）麻醉动物中观察到血糖有轻微至中度升高（Maike Heimann 等人, 2010）。

以下段落描述了一些常见的用于小鼠采血的全身和局部麻醉及镇痛方法，并总结在表 3 中。另见《英国药理学杂志》（Ingrande 等人, 2023）中关于小鼠麻醉使用和报告的建议。

5.1   局部麻醉

局部麻醉剂用于减轻从尾尖采血过程中的不适感和应激，在眼眶后窦采血时也建议使用。例如，局部麻醉剂共熔混合物（EMLA）乳膏（25 mg/g 利多卡因 + 25 mg/g 丙胺卡因）可在采血前涂于尾尖（Arras 等人, 2007）。

在从眼眶后窦采血前，需要向眼部滴用如丙美卡因或丁卡因等局部眼科麻醉剂，以提供足够的镇痛效果（Ahmadi‐Noorbakhsh 等人, 2022; Diven, 2003）。

5.2  全身麻醉

异氟烷（诱导时 3.5–5.0%，维持时 1–3%）是一种挥发性麻醉剂，用于动物（也用于人类）的短期和长期手术。可通过面罩吸入或插管的方式给小鼠使用（Brunson, 1997; Diven, 2003; Gargiulo 等人, 2012; Navarro 等人, 2021）。异氟烷（以及一般的所有挥发性麻醉剂）的优点是分布迅速，能快速通过血–脑屏障，并能通过呼气迅速排出。此外，异氟烷的诱导和恢复时间短（Diven, 2003）。主要缺点包括对呼吸系统有强效抑制作用，以及它的血管舒张作用。它缺乏镇痛作用，因此需要额外给予镇痛药物，如丁丙诺啡（0.1 mg/kg，腹腔注射），在麻醉诱导前 10 分钟给药（Ahmadi‐Noorbakhsh 等人, 2022; Diven, 2003）。研究发现它会升高血糖浓度（Maike Heimann 等人, 2010; Marquardt 等人, 2018）。七氟醚能提供更多的控制（诱导和恢复更快），但它对啮齿动物的刺激性是否更小仍存在争议（Brunson, 1997; Guedes 等人, 2017; Marquardt 等人, 2018; Otto & von Thaden, 2012）。

小鼠常用的巴比妥类药物有硫喷妥钠（30–40 mg/kg 静脉注射）和戊巴比妥（40–50 mg/kg 腹腔注射）（Otto & von Thaden, 2012），但剂量取决于品系和其他动物特征（性别、体重和年龄）。需要注意的是，如果戊巴比妥在给药前未进行缓冲，腹腔注射会引起腹部疼痛，但静脉注射则不存在这个问题。所有巴比妥类药物都具有保质期长和起效快的优点（Brunson, 1997; Otto & von Thaden, 2012）。主要的不良反应包括呼吸和心血管抑制。注射高剂量的巴比妥类药物也用于安乐死（Pang & Laferriere, 2020）。

氯胺酮和甲苯噻嗪联合给药也是小鼠常用的麻醉方法。氯胺酮是一种分离麻醉剂，甲苯噻嗪是一种 α₂‐肾上腺素能受体激动剂肌肉松弛剂。氯胺酮和甲苯噻嗪的剂量取决于小鼠品系，甲苯噻嗪的剂量范围为 5–20 mg/kg（Erhardt 等人, 1984; Hart 等人, 2001），氯胺酮的剂量范围为 80–200 mg/kg（Buitrago 等人, 2008）。这种组合在提供一定程度镇痛效果的同时，能提供良好的安全边际。然而，在使用 α_2‐肾上腺素能受体激动剂（如赛拉嗪）时，其独特的副作用包括高血压、低血压、外周血管阻力升高和心输出量减少（Brunson, 1997; Gargiulo 等人, 2012; Otto & von Thaden, 2012）。据报道，使用这种麻醉方法会使老年小鼠的死亡率增加（Schuetze 等人, 2019）。氯胺酮与 α₂‐肾上腺素能受体激动剂联合使用所达到的麻醉深度和持续时间是可变的；因此，可能需要用镇痛药（如布托啡诺（Bauer 等人, 2019））来补充。

综上所述，镇痛和麻醉方法对于小鼠特定采血程序至关重要，以确保动物福利和数据可靠性（表 3；另见 Ingrande 等人, 2023）。最常用的麻醉剂包括吸入性麻醉剂，如异氟醚和七氟醚，它们能精确控制麻醉深度，起效和恢复迅速。像氯胺酮–赛拉嗪这样的注射用麻醉剂能为侵入性操作提供更深程度的镇静，但由于可能存在呼吸和心血管方面的影响，需要仔细监测。像丙美卡因和丁卡因这样的局部麻醉剂对涉及眼睛的操作有效，而像丁丙诺啡和布托啡诺这样的阿片类镇痛药可用于管理术后疼痛。选择合适的方法取决于操作的侵入性、持续时间和预期的疼痛程度，以确保科学准确性和伦理责任。

6  记录和报告采血程序及麻醉情况

记录和报告任何实验程序对于确保实验结果的有效性和可靠性至关重要。表 4 概述了记录和报告采血及麻醉程序的关键方面。另见《英国药理学杂志》（BJP）根据 ARRIVE 指南发布的最新动物实验报告指南以及麻醉剂使用指南（Curtis 等人, 2022; Ingrande 等人, 2023; McGrath 等人, 2010; McGrath 和 Lilley, 2015; Percie du Sert 等人, 2020; Stanford 等人, 2023）。

在报告涉及动物的实验时，必须提供适合物种的详细信息，包括品系、性别、体重和年龄（Stanford 等人, 2023）。还应报告有关动物来源、健康和免疫状况、基因修饰和基因型的其他相关信息。这些变量会影响动物福利、实验一致性、科学成果和可重复性（Percie du Sert 等人, 2020）。关于报告基因型和品系，杰克逊实验室发布了标准化遗传命名指南（The Jackson Lab, 2024）。

采血程序要求在整个实验过程中持续监测动物及其环境。初始评估应记录关键参数，包括行为、身体状况、呼吸频率、食物和水摄入量，以及疾病迹象，如皮肤损伤、分泌物或会阴部污染。监测和记录应持续进行，因为疾病迹象可能在后期出现，通常是在麻醉期间或麻醉后恢复阶段。已达到人道终点的动物应被处死，以尽量减少伤害。此外，应记录安乐死的方法（根据当地指南进行，例如参见欧盟指南（欧洲委员会：环境总司等, 1997）和美国兽医协会（AVMA）美国指南）（AVMA, 2020; 美国国立卫生研究院动物护理与使用办公室, 2024）、药理剂、在程序前或过程中采取的任何减轻疼痛和痛苦的措施，以及时间点。

对于任何研究，人道终点以及观察到的临床体征和监测频率都需要提前确定。为此，通常使用评分表系统来评估健康状况，并预先确定临床体征和人道终点。公布所监测的临床体征评分表有助于指导其他研究人员开展具有临床相关性的福利评估。美国国立卫生研究院动物护理与使用办公室（OACU）建议在制定和评估涉及增加疼痛和/或痛苦水平的研究理由时考虑一系列事项（美国国立卫生研究院动物护理与使用办公室, 2024）。

具体到采血程序，需要记录并报告以下细节，以确保动物实验程序的科学可重复性和透明度：对操作本身（采血部位、采血量和抗凝剂）、麻醉的具体情况（包括剂量、药物类型、配方、体积、浓度、给药部位和途径、频率和持续时间）、镇痛前后方案、所采用的无菌技术、监测程序、明确该操作是否为终末操作、其持续时间以及所测量的生理变量的描述。为了进行福利评估，还需要记录采血的时间和频率。同样重要的是，要说明小鼠在经历运输或处理等应激事件后是否被允许适应环境。此外，对所选操作或技术背后的原理进行简要解释，可以提高记录质量和研究的透明度（Percie du Sert 等人, 2020）。研究人员还应确保他们选择的操作符合进行和发表研究所在国家的动物法律框架（J. McGrath 等人, 2010）。

对动物麻醉和镇痛程序进行详细有效的报告，应包括具体的镇痛药、给药方法、选择的理由以及方案修改情况（Percie du Sert 等人, 2020）。

综上所述，用标准化的动物特征、麻醉或安乐死方法术语详细记录实验程序，以及说明方案背后的理由，对于研究的透明度、可靠性、可重复性和福利评估的发展至关重要。

选择小鼠采血方法时，需要在科学需求和动物福利的伦理考量之间取得平衡。每种方法都有其自身的优点和局限性，应在与驻地或指定兽医协商的情况下，仔细考虑研究目标以及对动物的潜在影响后做出选择。对所选方法进行充分的培训并具备专业知识，对于确保动物福利和采集样本的质量至关重要。此外，当程序有要求时，小鼠应接受适当的麻醉和/或镇痛，以在保证样本采集有效性的同时，最大限度地减少疼痛和痛苦。采血方法和麻醉方式的选择应考虑动物福利、样本量和采集频率等因素。此外，全面的报告程序和评分表有助于提高任何实验程序的透明度和可重复性，并且是必要的。最终，这些标准化做法旨在提高数据的可重复性，并支持符合伦理的动物研究。