一、组织固定的目的

1. 迅速防止组织、细胞的死后变化，防止组织自溶和腐败，以保持组织和细胞与正常生活时的形态相似；

2. 细胞内的蛋白质、脂肪、糖、酶等各种成分转变成不溶性物质，以保持它原有的结构与生活时相仿；

3. 使组织中的各种物质沉淀和凝固起来而产生不同的折射率，造成光学上的差异，以便染色后易于鉴别和观察；

4. 固定剂兼有硬化作用，使组织硬化，增加组织硬度，便于制片；

5. 防止细胞过度收缩或膨胀而失去其原有形态结构；

6. 经过固定的组织，能对染料产生不同的亲和力而着色清晰，便于辨认。

二、病理取材基本要求

1．病理检查应分层次进行，先进行一般外观观察，后剖检观察，再进行光镜详细检查。

2．通常选择正常与病变交界处组织，即包括病变本身及病变周围组织。

3．对照组动物相同器官取材时，选材部位应尽量一致。

4．肉眼看不到明显病变时，各实验组选取标本位置应一致。

5．所选组织应包括脏器全部层次结构或重要结构，如肾应包括皮质、髓质和肾盂。

6．胃肠标本应将内容物冲洗掉，以免内容物影响组织固定，产生自溶。

7．所取材料应尽量保持肉眼标本的完整性，不宜过厚或过薄，一般厚3-5mm，大小为1.5～2厘米。

8．切取组织时不要挤压，使用锋利刀具，少用剪刀，勿选用被器械钳压过的部位。

9．标本取材要熟悉，尽可能快地完成整个过程，特别是易自溶的组织，如肠道、脑、腺体等。

1. 固定必须及时。组织一经离体后，必须立即固定(在30分钟内)。

2. 固定液的选择。固定液的选择非常重要，应该根据制作要求选择合适的固定液。最常用的固定液是4%多聚甲醛液或10%福尔马林。

3. 组织固定容器要选择大一些的，固定液的量必须大于组织体积的5—10倍以上。

4. 固定液的浓度。固定液的浓度必须准确，过稀或过浓都会影响组织的形态和固定效果。

5. 固定液的质量：要注意固定液的有效期。发现固定液变质，如甲醛液体产生白色沉淀,应立即更换。

6. 固定的温度：过高，会加快组织的自溶和组织的过度收缩，并破坏细胞内的抗原。

7. 固定的时间：新鲜标本应该剖开固定12—24小时后再取材。大标本取材后在室温下需再固定4—6小时。小标本取材后应该在室温下再固定3—4小时；如果是新鲜小标本取材,必须再固定4—8小时。如果室内温度过低,固定时间还需延长。需要做免疫组化或分子病理的标本，从标本离体至组织脱水开始,总固定时间一般不要超过48小时,但也不要少于24小时(厚度2—3m)为佳。

固定是病理制片过程中最重要的一步，因为这是不可逆的，也就是无法补救的。由于组织固定不佳，会造成组织腐烂、抗原丢失，将影响切片质量，也将导致诊断困难或无法诊断，甚至影响免疫组化及基因检测结果准确性，因此规范、合理的标本管理非常重要。